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El Premio de Medicina o Fisiología 2026 fue otorgado en partes iguales a Peter Hegemann, Georg Nagel y Karl Deisseroth “por sus descubrimientos sobre los canales iónicos activados por luz y la optogenética”.

Peter Hegemann estudió durante años una proteína que respondía a la luz en un alga minúscula. Georg Nagel introdujo esa proteína en ovocitos de rana y demostró su función. Karl Deisseroth tuvo la idea de usarla como interruptor para encender neuronas en ratones, lo que permitió estudiar qué circuitos neuronales están asociados a ciertas funciones fisiológicas en animales vivos. La proteína en cuestión es la canalrodopsina, y abrió un nuevo campo de la ciencia llamado optogenética.

La optogenética fue nombrada “Método del año” en la revista Nature en 2010 (Method of the Year 2010) (2011).

Este descubrimiento se basó en colaboraciones entre los tres laboratorios y con otros grupos que no fueron premiados, además del trabajo de técnicos, estudiantes e investigadores posdoctorales que no son nombrados, aunque sí figuran en las publicaciones. Uno de estos autores es Gero Miesenböck, quien fue dejado fuera de los galardonados a pesar de ser considerado uno de los padres de la optogenética, pero hablaré de eso más adelante. Este relato es una versión simplificada. Si quieren leer una versión más técnica y con más detalle sobre los trabajos involucrados, les recomiendo la gacetilla científica del Nobel (Nobel Committee, 2026b) y el podcast: “From First Principles: Nobel prize in Medicine 2026 Explained”.

The 2026 Nobel Prize in Physiology or Medicine - Alpha Lifetech
Laureados Nobel de Medicina o Fisiología 2026. (Nobel Prize)

La utilidad de hacer ciencia básica

El estudio de las proteínas que responden a la luz empezó con el descubrimiento de la bacteriorrodopsina en la arquea Halobacterium halobium, hoy llamada Halobacterium salinarum (Oesterhelt & Stoeckenius, 1971). Desafortunadamente, algunas arqueas todavía llevan «bacterium» en el nombre, aunque pertenecen a un dominio de la vida completamente diferente. Esta proteína es capaz de mover iones a través de la membrana de la célula en respuesta a la luz.

A partir de los años 80, Peter Hegemann, primero en el Instituto Max Planck de Bioquímica en Martinsried y luego en la Universidad de Ratisbona, en Alemania, empezó a estudiar cómo Chlamydomonas reinhardtii, un alga unicelular, es capaz de nadar hacia la luz. Esto se observa fácilmente al colocar estos microorganismos en una placa de Petri: las células verdes se acumulan en el lado de la placa que recibe la luz (Figura 1).

Para moverse, Chlamydomonas usa unos organelos llamados flagelos. Pero los flagelos solo le dan la capacidad de nadar, no una dirección. En un costado de la célula hay un punto anaranjado conocido como «mancha ocular» o estigma (Figura 1). El color naranja se debe a pigmentos llamados carotenoides, y justo sobre la mancha, en la membrana, se encuentran las moléculas que captan la luz. Estas moléculas usan retinal, un derivado de la vitamina A, el mismo pigmento que usamos en nuestros ojos.

Pero en nosotros, el camino desde que se capta la luz hasta que se genera una señal eléctrica requiere varios pasos y es mucho más lento que en Chlamydomonas, donde la señal aparece casi instantáneamente. Por eso, Hegemann sospechaba que el mecanismo del alga tenía que ser mucho más simple.

¿Que es lo que dirige a esta alga hacia la luz? Hubo que esperar hasta inicios de los 2000, cuando estuvieron disponibles las secuencias de genes de Chlamydomonas reinhardtii, para identificar la proteína. Buscando genes parecidos al de la bacteriorrodopsina de arqueas, se encontraron los de Chlamydomonas. Varios grupos trabajaron en el tema, y cada nuevo hallazgo fue encajando como una pieza de rompecabezas hasta revelar un panorama más completo: se demostró dónde se encuentra la proteína en la célula y cuál es su función, y se comprobó la hipótesis inicial de Hegemann de que un único gen, una única proteína, era la que reaccionaba a la luz y generaba el impulso eléctrico.

La respuesta es una proteína llamada canalrodopsina, que se encuentra en la membrana de Chlamydomonas. Esta proteína forma un canal a través de la membrana celular. Cuando se la ilumina con luz azul, el canal se abre y deja entrar a la célula iones con carga positiva, entre ellos calcio. La entrada de estos iones genera un impulso eléctrico al despolarizar la membrana celular. En nuestros ojos, en cambio, la proteína sensible a la luz (la rodopsina) pone en marcha una cadena de varias proteínas que, al final, modifica la apertura de canales iónicos. En Chlamydomonas, la misma molécula que capta la luz es la que forma el canal y genera el impulso eléctrico. Por eso el proceso es tan rápido.

Georg Nagel, en el Instituto Max Planck de Biofísica en Fráncfort (Frankfurt), Alemania, fue el encargado de introducir el gen de esta proteína en otro tipo de célula para verificar su función. Su grupo trabajaba con ovocitos de rana, y fue ahí donde expresaron la proteína. Al iluminar los ovocitos, los canales formados por la proteína se abrían, los iones entraban a la célula y se producía una señal eléctrica (Figura 2).

Es importante notar que la rodopsina y la canalrodopsina son proteínas diferentes. Aunque ambas son sensibles a la luz, la rodopsina de nuestros ojos transmite la señal a otras proteínas, mientras que la canalrodopsina forma el canal, como su nombre lo indica, y este se abre al reaccionar directamente a la luz. Chlamydomonas tiene dos canalrodopsinas: la canalrodopsina-1, que deja pasar principalmente protones, y la canalrodopsina-2, que deja pasar varios iones positivos (sodio, potasio, calcio y protones). Esta última es la que se usó para la optogenética.

La bacteriorrodopsina de las arqueas, en cambio, es una bomba: mueve iones en contra de su gradiente, es decir, de donde hay menos a donde hay más, usando la energía de la luz. Así hiperpolariza la membrana, que es lo contrario de lo que hace la canalrodopsina.

La canalrodopsina despolariza la membrana porque deja que los iones fluyan de donde hay más concentración a donde hay menos, como se ve en la Figura 2. Sería como un río dividido por un dique: si queremos pasar agua de donde hay más a donde hay menos, basta con abrir la compuerta (canalrodopsina-2); pero para pasar agua de donde hay menos a donde hay más, necesitamos una bomba o un motor (bacteriorrodopsina). Bombas parecidas a la bacteriorrodopsina, como la halorrodopsina y la arquearrodopsina, que también provienen de arqueas, se usan hoy en optogenética para «apagar» neuronas, ya que actúan al revés que la canalrodopsina.

“¿Usa el hombre al cerebro entonces, o el cerebro al hombre?”
G. Wells, Apropos of Dolores (1938)

El cerebro es el órgano más complejo del ser humano. Es el órgano que es consciente de sí mismo y que se estudia a sí mismo. Una masa de menos de un kilo y medio que almacena los recuerdos, gestiona las emociones y dirige los movimientos del cuerpo, tanto voluntarios como involuntarios. Sin embargo, sigue siendo en gran parte una caja negra.

La resonancia magnética funcional permite observar cambios en la actividad cerebral asociados a determinadas tareas, estímulos o estados fisiológicos. Gracias a esta técnica se han identificado distintas regiones y redes cerebrales cuya actividad se relaciona con procesos como la memoria, las emociones, el movimiento y la percepción. Sin embargo, observar que una región se activa durante una tarea no demuestra, por sí solo, que esa región sea la responsable de dicha función.

Francis Crick, uno de los descubridores de la estructura del ADN, planteó la idea de inventar un interruptor que permitiera encender o apagar tipos específicos de neuronas para estudiar mejor el cerebro. Aunque a él mismo le pareció una idea algo loca para la época, no la consideraba imposible, y sin duda era un paso necesario para avanzar en nuestra comprensión del cerebro.

Durante décadas se buscó ese interruptor mágico que permitiera intervenir el cerebro en lugar de solo observarlo. Se probaron varias estrategias: compuestos “enjaulados” que se liberan con luz, receptores artificiales, etc. Aquí quiero volver a nombrar a Gero Miesenböck de la Universidad de Oxford, cuyo grupo de investigación en 2002 fue el primero en demostrar la activación de neuronas de mamíferos con luz, usando proteínas de la cascada visual de la mosca Drosophila (Zemelman et. al. 2002).

Pero todos estos métodos tenían inconvenientes: algunos requerían introducir varias proteínas a la vez, otros eran tóxicos o dañaban los tejidos, o simplemente respondían demasiado lento. ¿Podría la canalrodopsina-2 vencer estas limitaciones? 

Karl Deisseroth le pidió a Nagel la secuencia de ADN que codifica la canalrodopsina-2 y la introdujo en neuronas de rata. Trabajando primero con células en cultivo (fuera del cuerpo del animal), observó que al iluminarlas con luz azul podía activar señales nerviosas. Este hallazgo clave se publicó en 2005 en la revista Nature Neuroscience, una de las más prestigiosas del área (Boyden et al., 2005).

Más adelante, su grupo introdujo la canalrodopsina-2 en neuronas de roedores vivos, mediante vectores virales o usando ratones modificados genéticamente. Además, tuvieron que diseñar dispositivos para iluminar el cerebro con fibra óptica y laseres. En el experimento, colocaron este dispositivo en un ratón y midieron el movimiento de los bigotes inducido por la luz al actuar sobre neuronas de la corteza motora que controla los bigotes (sistema vibrisal), que eran las que expresaban la canalrodopsina-2 (Figura 3) (Aravanis et al., 2007).

Los bigotes del ratón se movieron, y comenzó una nueva era de la neurobiología.

Otras aplicaciones de la optogenética

El término “optogenética” fue usado por primera vez en un artículo de revisión de 2006 de Karl Deisseroth, Guoping Feng, Ania Majewska, Gero Miesenböck, Alice Ting y Mark Schnitzer (Deisseroth et al., 2006).

Desde que en 2005 se demostró que la canalrodopsina podía usarse para encender neuronas con pulsos de luz, la optogenética se convirtió en una de las herramientas más poderosas de la neurociencia. Por primera vez, los investigadores podían preguntar no solo dónde ocurre algo en el cerebro, sino qué pasa si lo activamos o lo apagamos, y con una precisión de milisegundos.

Así se descubrió, por ejemplo, que basta con iluminar un pequeño grupo de neuronas del hipocampo para que un ratón “reviva” un recuerdo de miedo, aunque esté en un lugar seguro (Liu et al., 2012). Incluso se llegó a implantar un recuerdo falso, asociando el miedo a un lugar donde al animal nunca le había pasado nada malo (Ramirez et al., 2013).

En el hipotálamo se encontraron neuronas que al activarse desencadenan conductas agresivas (Lin et al., 2011), y otras que hacen que un ratón ya satisfecho se ponga a comer desesperadamente (Aponte et al., 2011). En ratones con un modelo de la enfermedad de Parkinson, estimular con luz ciertos circuitos les devolvió la movilidad a animales que casi no podían moverse (Kravitz et al., 2010). Todos estos experimentos se hicieron en ratas o ratones, pero representan avances para entender cómo funcionamos los humanos y para buscar tratamientos para ciertas enfermedades.

En 2021, la optogenética dio el salto a los humanos: un paciente ciego recuperó parcialmente la visión gracias a una terapia optogenética (Sahel et al., 2021).

Encender y apagar células con luz es una herramienta que beneficia a muchas áreas de investigación, no solo al estudio del cerebro (Welberg, 2026). Por ejemplo, se crearon marcapasos ópticos con células cardíacas y desfibriladores que cortan arritmias con pulsos de luz, sin las dolorosas descargas eléctricas de los desfibriladores actuales (Bruegmann et al., 2010; Nyns et al., 2017). También se programaron células que combaten el cáncer y que solo se activan cuando se las ilumina en el tejido tumoral, para evitar que dañen el tejido sano (Huang et al., 2020). Incluso se diseñó un sistema controlado por una aplicación de teléfono que enciende LEDs bajo la piel para activar la liberación de insulina en ratones diabéticos (Shao et al., 2017).

En biotecnología, la luz permite controlar la producción de compuestos. Por ejemplo, en levaduras la luz funciona como un interruptor: con luz, las levaduras crecen, y en la oscuridad se ponen a fabricar un biocombustible (Zhao et al., 2018). También en plantas la optogenética permite controlar el crecimiento (Zhou et al., 2021) o la apertura de los poros de las hojas, lo que mejora el uso del agua y la captación de carbono (Papanatsiou et al., 2019).

Sin duda, la optogenética abrió un mundo de posibilidades. El Nobel no sorprendió a los científicos, que se preguntaban no si ganarían, sino cuándo. Y todo empezó por querer saber por qué un alga nadaba hacia la luz.

El término “optogenética” fue utilizado hace 20 años. (Psyciencia)

Lectura recomendada

Referencias

  • Aponte, Y., Atasoy, D., & Sternson, S. M. (2011). AgRP neurons are sufficient to orchestrate feeding behavior rapidly and without training. Nature Neuroscience, 14(3), 351–355. https://doi.org/10.1038/nn.2739
  • Aravanis, A. M., Wang, L.-P., Zhang, F., Meltzer, L. A., Mogri, M. Z., Schneider, M. B., & Deisseroth, K. (2007). An optical neural interface: In vivo control of rodent motor cortex with integrated fiberoptic and optogenetic technology. Journal of Neural Engineering, 4(3), S143. https://doi.org/10.1088/1741-2560/4/3/S02
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  • Sahel, J.-A., Boulanger-Scemama, E., Pagot, C., Arleo, A., Galluppi, F., Martel, J. N., Esposti, S. D., Delaux, A., de Saint Aubert, J.-B., de Montleau, C., Gutman, E., Audo, I., Duebel, J., Picaud, S., Dalkara, D., Blouin, L., Taiel, M., & Roska, B. (2021). Partial recovery of visual function in a blind patient after optogenetic therapy. Nature Medicine, 27(7), 1223–1229. https://doi.org/10.1038/s41591-021-01351-4
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alereca89@gmail.com

Columnista de ciencias biológicas, biotecnología, microbiología, educación y ciencia en Chile y Alemania.
Doctora en biotecnología molecular por la Universidad de Chile, exbecaria del programa "Don Carlos Antonio López". Bioquímica y bioquímica clínica egresada de la Universidad Nacional de Asunción, fue presidenta de Estudiantes de Bioquímica Asociados del Paraguay. Actualmente es investigadora Post doctoral de la Universidad de Freiburg (Alemania), trabajando con microorganismos extremófilos y desarrollo de herramientas de edición genética como CRISPR.

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